This is an HTML version of an attachment to the Freedom of Information request 'Access to information regarding total allowable catches (TACs) of EU fish stocks in the Northeast Atlantic discussed and adopted on 17 and 18 December 2018, and exemptions from the landing obligation'.



Ref. Ares(2019)2387732 - 04/04/2019

link to page 4 link to page 6 link to page 7 link to page 7 link to page 7 link to page 7 link to page 8 link to page 8 link to page 8 link to page 8 link to page 9 link to page 10 link to page 10 link to page 11 link to page 12 link to page 12 link to page 13 link to page 13 link to page 14 link to page 16 link to page 17 link to page 17 link to page 18 link to page 19 link to page 20

 
 
 
TABLE OF CONTENTS 
1. INTRODUCTION AND BACKGROUND ........................................................................................ 4 
2. OBJECTIVES ................................................................................................................................ 6 
3. MATERIAL AND METHODS ........................................................................................................ 7 
3.1 On-board survival experiment ................................................................................................ 7 
3.1.1 Vessel ................................................................................................................................... 7 
3.1.2 Hauls and captures ............................................................................................................... 7 
3.1.3 Recovery in tanks ................................................................................................................. 8 
3.1.4 Survival ................................................................................................................................. 8 
3.2 Experiment on-land to know physiological recovery times .................................................... 8 
3.2.1 Experimental conditions ...................................................................................................... 8 
3.2.2 Sampling ............................................................................................................................... 9 
3.3 Analysis of physiological responses to stress after commercial capture .............................. 10 
3.4 Variables analyzed ................................................................................................................. 10 
3.5 Statistics ................................................................................................................................ 11 
4. RESULTS AND DISCUSSION ...................................................................................................... 12 
4.1 Survival rates on-board ......................................................................................................... 12 
4.2. Evaluation of physiological recovery at the laboratory ....................................................... 13 
4.2.1 Cortisol ............................................................................................................................... 13 
4.2.2 Energy metabolites and osmoregulatory parameters ....................................................... 14 
4.2.3 Mortality at the laboratory ................................................................................................ 16 
4.3. Evaluation of physiological recovery after fishing ............................................................... 17 
4.3.1 Cortisol ............................................................................................................................... 17 
4.3.2 Energy metabolites and osmoregulatory parameters ....................................................... 18 
5. CONCLUSIONS ......................................................................................................................... 19 
6. REFERENCES ............................................................................................................................ 20 

 

link to page 4 link to page 4 link to page 4 link to page 14 link to page 14 link to page 14 link to page 14 link to page 14 link to page 14 link to page 17 link to page 17 link to page 17 link to page 17 link to page 15 link to page 15 link to page 15 link to page 15 link to page 15 link to page 18 link to page 18 link to page 18 link to page 18

 
 
 
TABLE OF FIGURES 
Figure 1. Red sea bream (Pagellus bogaraveo). ............................................................................ 4 
 
Figure 2. Concrete blocks used to set up the fishing gear called "Voracera", and lines of baited 
hooks fastened to the blocks. ....................................................................................................... 4 
 
Figure 3. Plasma cortisol in Pagellus bogaraveo subjected to persecution (similar stress as that 
suffered by the fishing with a hook) for 10 minutes, with recovery afterwards and sampling at 0, 
5 and 24 h after stress. Black bars indicate the stressed group, and gray bars indicate the control 
group. Different letters indicate significant differences between times for the stressed group; 
while the asterisk (*) indicates differences between the control group and the stressed group 
for a specific time (p <0.05, two-way ANOVA followed by the Tukey’s test). ............................ 14 
 
Figure 4. Plasma cortisol in Pagellus bogaraveo caught in the Strait of Gibraltar through the art 
of fishing "voracera". Samples taken just after the fishing (0 h) and after 5 hours of recovery in 
tanks on board (5 h). The asterisk (*) indicates significant differences between the two sampling 
times (p<0.05, Student’s t for paired samples). .......................................................................... 17 
 
 
 
TABLE INDEX 
Table  1.  Plasma  glucose,  lactate,  triglycerides  (TAG),  proteins  and  osmolality  in  Pagellus 
bogaraveo subjected to persecution (similar stress as that suffered by the fishing with a hook) 
for 10 minutes, with recovery afterwards and sampling at 0, 5 and 24 h after stress. Different 
letters indicate significant defferences between the control group and the stressed group for a 
specific time (p <0.05, two-way ANOVA followed by the Tukey’s test). ..................................... 15 
 
Table  2.  Plasma  glucose,  lactate,  triglycerides  (TAG),  proteins  and  osmolality  in  Pagellus 
bogaraveo caught in the Strait of Gibraltar through the fishing gear of "Voracera". Samples taken 
after  fishing  (0  h)  and  5  hours  after  recovery  in  tanks  on  board.  The  asterisk  (*)  indicates 
significat differences between the sampling times (p<0.05, Student’s t for paired samples).... 18 
 
 
 
 

 





 
 
 
1.  INTRODUCTION AND BACKGROUND 
In  line  with  the  new  Common  Fisheries  Policy  and,  according  to  the  Article  15  of 
Regulation 1380/2013 / EU, discards from European fisheries shall be landed. However, 
as it appears at Article 15 (paragraph 4b), species whose scientific evaluation indicates 
high survival rates and complete recovery after the fishing process, may be returned to 
the sea. 
The red sea bream (Pagellus bogaraveo, figure 1) is exploited in the area of the Strait of 
Gibraltar  by  an  artisanal  fleet  based  in  the  port  of  Tarifa  and,  in  a  lesser  extent,  in 
Algeciras and Ceuta. This species is caught with a specific hook art called "voracera", 
which is set with the help of a stone or block of concrete (figure 2) and remains in the 
water arround 15 to 30 minutes. 
 
Figure 1. Red sea bream (Pagellus bogaraveo). 
 
Figure  2.  Concrete  blocks  used  to  set  up  the  fishing  gear  called  "Voracera",  and  lines  of  baited  hooks 
fastened to the blocks. 

 



 
 
 
The current legislation contemplates a mínimum first capture size of 33 cm, but smaller 
specimens under this size are usually captured. The main objective of the present study 
has been to evaluate the survival capacity of these specimens after have been fished 
with the "voracera" in the Strait of Gibraltar. 
In  order to evaluate the  survival  capacity of  a  species,  an  approach  to  its  capacity  of 
recovery from the fishing process is needed. It has been demonstrated that fishing is a 
stress process for fish (Olsen et al., 2012). The responses to stress in these organisms 
can be classified into primary, secondary and tertiary responses (Barton, 2002).  
Primary response include the activation of the sympathetic nervous system, releasing 
catecholamine  hormones  from  the  chromaffin  tissue  (Reid  et  al.,  1998),  and  the 
stimulation of the interrenal axis, which releases corticosteroid hormones (cortisol in 
teleost) to the circulatory system (Wendelaar Bonga, 1997).  
The  secondary  response  is  defined  as  those  actions  produced  by  these  hormones 
(Mommsen et al., 1999), summarized in the release of energy metabolites to plasma, 
increase in respiratory rate to favor the availability of oxygen, and increase in heart rate 
to mobilize these substrates throughout the body.  
The tertiary response extends to the organism and population level (Wedemeyer et al., 
1990), affecting the performance of the animal (growth, reproduction and behaviour), 
and being able even to lead to the death of the individual. 
The recovery process after a stressful situation includes regain homeostasis body level, 
either by returning to basal state or by establishment of an allostatic condition (McEwen 
and Wingfield, 2003; Costas et al., 2011).  
There have been numerous studies of stress responses in teleost fish (Iwama, 1998; Flik 
et  al.,  2006).  Within  the  main  metabolites  released  as  result  of  secondary  response, 
glucose and lactate are good indicators of stress in fish (Arjona et al., 2007).  
In stress situations, the mobilization of glucose through the circulatory system facilitates 
its immediate use by those tissues that need an extra energy contribution.  

 



 
 
On the other hand, lactate is considered a metabolic by-product of glycolysis during high 
energetic expenditure situations, where it occurs a state of hypoxia (Gladden, 2004). 
The time required for a species to show signs of recovery varies according to the stressful 
agent,  the  environmental  conditions  and  /  or  the  size  of  the  individual.  In  previous 
studies  made  with  teleosts  like  gilt-head  sea  bream  (Sparus  aurata)  or  sole  (Solea 
senegalensis)  has  been  seen  that  secondary  responses  to  a  situation  of  acute  stress 
return  to  baseline  values  between  4  and  6  hours  after  the  stressful  situation  (Laiz-
Carrion et al., 2005, Costas et al., 2011).  
Therefore, acute stress as may be the fishing process, a priori will have an impact on the 
red sea bream (member of the sparid’s family, such as the gilt-head sea bream) during 
the first 4-6 hours after its liberation.  
If there are no signs of recovery after that time (normal movements and basal values of 
stress  indicators  in  plasma),  is  likely  that  the  limits  of  animal  tolerance  have  been 
exceeded and the recovery could be endangered. 
 
2.  OBJECTIVES 
Evaluate the survival capacity of non-commercial sizes (<33 cm in total length) of the red 
sea bream (Pagellus bogaraveo) after artisanal hook fishing in the Strait of Gibraltar. 
This Main Objective contemplates two Specific Objectives: 
1.  Evaluation  of  the  survival  rates  of  individuals  captured  by  commercial 
fisheries boats. 
 
2. Analysis of physiological responses to stress caused by fishing to evaluate the 
recovery capacity of the captured animals. 
 
 
 

 



 
 
3.  MATERIAL AND METHODS 
Three experiments were carried out: i) survival experiment on-board; ii) experiment to 
know  the  times  of  physiological  recovery  on-land;  and  iii)  analysis  of  physiological 
responses to stress after commercial capture.  
The  inland  experiment  validate  the  results  of  the  on  board  experience,  allowing  a 
temporary follow-up under controlled conditions. 
 
3.1 On-board survival experiment 
 
3.1.1 Vessel 
A red sea bream capture campaign was carried out aboard the commercial ship "
 
 "(number plate 
 with base port in Tarifa (Cádiz, Spain). This boat 
was  chartered  in 2010,  it has 
  m  length, 
 
  and  a capacity for 5 
crewmen. The shipping dates were on 7th, 8th, 10th and 13th of November 2017.  
A total of 14 hauls of “voracera” (between 3 and 5 hauls per day) were made on the 
fishing  grounds  of  "Bad  stones"  (latitude  35-36º  54-56  ',  longitude  05º  48-49')  and 
"Discoteca" (latitude 35-36º 55-56 ', longitude 05º 50-51') of the Strait of Gibraltar. The 
range of depths was from 128 to 247 m.  
The time of permanence of the art in the water varied between 20 and 35 minutes, with 
an average of 10 minutes since the concrete block reached the bottom and the art were 
raised up to the surface. On the ship there were 4 tanks of more than 2000 L, which 
were pumped continuously with water from the surface of the sea. 
 
3.1.2 Hauls and captures 
12 valids hauls were made, in which a total of 102 red sea bream with a size below the 
commercial minimum (29.4 ± 0.2 cm total length, mean ± SEM, and a calculated weight 
of 378 ± 7 g). 

 



 
 
To calculate the wet weight (in grams) of the animals was taken into account the total 
length (in centimeters) according to the Von-Bertalanffy equation, assuming the values 
of: a = 0.008 and b = 3.178. These values were obtained by the Spanish Oceanography 
Institute (IEO), in its headquarters in Cádiz (Spain), after years of studying the natural 
populations of this species. 
 
3.1.3 Recovery in tanks 
Of the 102 red sea bream captured, 66 were used for the survival experiment on-board. 
It was calculated an average time of 10 minutes since the art reached the bottom until 
the fish were hoisted on board.  
Once they were embarked, the animals were immediately marked individually with a 
rubber label placed on the caudal peduncle and they were released into the recovery 
tanks.  
The whole process lasted less than 30 seconds per animal, time from its release into the 
air  until  its  release  in the  tanks.  A  single tank  was  used per  haul,  and  the  number of 
animals varied between 1 and 24 animals, with an average of 7 animals per haul.  
 
3.1.4 Survival 
The animals were kept in tanks for 5 hours, and the individuals deceased after that time 
were counted. The survival percentage was calculated for each set. 
 
3.2 Experiment on-land to know physiological recovery times 
3.2.1 Experimental conditions 
To check out if the animals recover internal metabolic homeostasis after fishing, and to 
consider  that  they  have  recovered  completely,  an  experiment  was  carried  out  under 
controlled conditions at the laboratory.  

 



 
 
The experiment was carried out in the facilities of marine cultures of the IEO from Vigo 
(Spain),  with  red  sea  bream  cultivated  in  captivity  of  almost  4  years  old.  54  red  sea 
breams of 25.3 ± 0.2 cm of total length, 23.5 ± 0.2 cm of fork length and 270.6 ± 6.0 g of 
wet weight (values represented as mean ± SEM) were used.  
These animals were randomly distributed into groups of 3 animals, they were located in 
18  flat-bottomed  cubic  tanks  of  400L  of  capacity,  and  they  were  kept  in  open  circuit 
regime for two weeks for its acclimatization.  
The daily feeding was done with commercial feed and the cleaning and maintenance of 
the tanks were limited thus not to cause an additional stress to the fishes. The animals 
fasted  24  h  before  the  experiment  starts.  The  tanks  were  numbered  randomly  and 
divided  into  two  groups:  one  control,  and  another  experimental.  The  experimental 
treatment consisted in emulating the fishing process of the "voracera". For this purpose, 
a chase of the animals was carried out inside the tanks with hand nets for 10 minutes, 
estimated time of stay on the hook during commercial fishing. 
This procedure has been previously tested by other research groups (Gesto et al., 2015) 
and is useful for assessing the level of stress and exhaustion in bone fish. The samples 
were  taken  at  0h,  5h  and  24h  after  the  stress  process.  3  tanks  were  used  for  each 
experimental group and time. The time of 5 h was selected because the gilt-head sea 
bream,  a  member  of  the  same  family  as  the  red  sea  bream, presents  an  appreciable 
recovery in its plasma levels of cortisol and energy metabolites 4 h after acute stress 
(Laiz-Carrion et al., 2005). 
 
3.2.2 Sampling 
For sampling, all 3 animals from the same tank were captured by hand nets at the same 
time and immediately transferred to a supplementary tank with 100 L of seawater and 
2-phenoxyethanol  at  a  concentration  of  0.5  mL  /L  seawater  (0.05%,  v  /  v).  After 
anesthesia, the animals were weighed and measured and a blood sample was extracted 
from the caudal peduncle with heparinized syringes.  

 



 
 
After  this  process,  the  animals  were  returned  to  their  original  tanks  in  less  than  4 
minutes since its capture. The blood was centrifuged at 10000 g during 3 minutes at 4 ° 
C and the plasma was separated and frozen at -80 ° C until analysis. Almost all animals 
were recovered after the experiment, but a total of 6 individuals died in the process of 
recovery after sampling. It should be noted that 4 of the animals that died belonged to 
the control group, while the other 2 belonged to the group stressed, but from the times 
5 h and 24 h post-stress. 
 
3.3 Analysis of physiological responses to stress after commercial capture 
On  board  the  ship  used  for  the  survival  experiment  an  analysis  of  physiological 
responses after fishing was made.  
For this test, 36 animals from 7 different hauls were selected (varying between 2 and 7 
animals per set, with an average of 5 animals per haul) which were marked individually 
with rubber bands in the caudal peduncle, and sampled immediately after capture (10 
minutes of fight on the hook followed by 15 seconds of exposure to the air).  
200 microliters of blood were taken from the caudal peduncle with heparinized syringes 
and the animals were released in 2000 L tanks for recovery.  
A  recovery  tank  was  used  for  each  haul.  After  5  h,  the  animals  were  immediately 
captured using hand nets, wrapped in a damp cloth to avoid additional stress, and a new 
sample of 200 microliters of blood from the caudal peduncule was taken. The Individual 
marking allows to correlate the blood samples from 0 h to 5 h after fishing and recovery. 
The tubes with blood were centrifuged at 10000 g for 3 minutes at 4 ° C. The plasma was 
separated and frozen in liquid nitrogen and then stored at -80 ° C. 
 
3.4 Variables analyzed 
From blood  plasma taken  during  the  on-land on-board experiments  cortisol,  glucose, 
lactate,  triglycerides,  proteins  and  osmolality  were  analyzed,  being  these  the  main 
biomarkers of acute stress in bone fish. 
10 
 



 
 
 Cortisol was analyzed using a commercial kit (Arbor Assay, MI, USA). Glucose, lactate 
and triglycerides were analyzed by commercial kits (Spinreact SA, Girona, Spain), as well 
as total proteins (Pierce BCA Protein Assay Kit, Thermo Scientific, IL, USA).  
The osmolality was measured by a vapor pressure osmometer (Vapro 5520 Osmometer, 
Wescor, USA). All analyzes except osmolality were performed using a microplate reader 
(Bio-Tek Instruments, Winooski, VT, USA), and using the KCJunior Data Analysis program 
for Microsoft Windows XP. 
 
3.5 Statistics 
Normality  and  homoscedasticity  were  analyzed  by  the  Shapiro-Wilk’s  and  Levene’s 
tests, respectively. The differences between groups for the physiological experiment on-
land were calculated by means of a two-way ANOVA with the group (control and stress) 
and the time (0, 5 and 24 h) as variance factors.  
For the experiment of physiological recovery of the boat the differences between groups 
were calculated by a repeated measures ANOVA with the haul number and the time (0 
and 5 h) as variance factors. Logarithmic transformations of the data were made when 
it was necessary to meet the requirements of the ANOVA.  
When the ANOVA results showed significant differences, the Tukey’s test was used as 
posteriori test.  
The Student’s t-test for paired samples was used to evaluate the differences between 
the physiological parameters of the experiment done on-board once it was established 
that  the  factor  haul  did  not  affect  the  dependent  variables  analyzed.  Statistical 
significance was established in p <0.05. All results are shown as mean ± SEM. 
 
 
 
 
11 
 



 
 
4.  RESULTS AND DISCUSSION 
 
4.1 Survival rates on-board 
 
The survival rates of the two on-board experiments were calculated. As there were no 
significant  differences  between  the  survivals  of  the  groups  captured  in  each  haul  (p 
<0.05,  Student’s  t),  we  proceeded  to  unify  the  groups  of  each  haul,  constituting 
duplicates of the same sample (haul). Therefore, it made a total of 12 valid hauls during 
a 4-day campaign in the Strait of Gibraltar, with 102 animals captured.  
The result of this study shows a figure of survival of 90.6 ± 6.2% after 5 h of recovery in 
on-board tanks. If we have in mind that the animals evaluated were in similar conditions, 
but not accurate, to those of the natural environment, this figure could be even higher 
in case of direct release to the ocean.  
Although other factors should be taken into account, such as post-capture predation. 
However, the figures are very similar to those calculated in other discarded species such 
as the small-spotted catshark (Scyliorhinus canicula) captured by bottom trawling (Revill 
et al., 2005), being one of the species considered more resistant from the spanish south-
Atlantic area (Barragán-Méndez, Ruiz-Jarabo et al., Article sent for publication). 
 Although survival rates were greater than 90%, it is important to confirm if the animals 
truly reach the recover after the recovery period or not.  
Through  a  physiological  approach  can  be  established  if  the  red  sea  bream  captured 
arrived in exhaustion conditions until the no return point.  
Therefore, to know the animals state after capture, and after recovery time is essential 
to be able to support the hypothesis that the red sea bream which remains alive after 
the capture would survive if they were released to the environment. 
 
 
12 
 



 
 
4.2. Evaluation of physiological recovery at the laboratory 
 
4.2.1 Cortisol 
Plasma cortisol is the main glucocorticoid of teleost fishes (Mommsen et al., 1999). The 
increase of it in the red sea bream subjected to a process of acute stress like the fishing 
process (figure 3) is necessary to mobilize energy reserves during the first moments.  
Our  results  at  the  laboratory  coincide  with  those  of  other  fishes  such  as  gilthead 
seabream (S. aurata) or sole (S. senegalensis) subjected to acute stress (Laiz-Carrion et 
al., 2005; Costas et al., 2011).  
Although there is no significant differences in the stressed group between 0 and 5h, a 
decrease of a third part of the concentration of cortisol happened between one time 
and another.  
In such a way, we can say that a period of 5 hours is enough for the red sea bream (P. 
bogaraveo) to start showing signs of recovery at the level of primary markers of stress. 
It worth to pointing out the high concentrations of cortisol present in plasma of animals 
from the control group (40.2 ± 7.7 ng Cortisol mL-1).  
Previous studies show  that plasma cortisol in teleost fish in basal conditions oscillate 
around  20  ng  mL-1  (Ellis  et  al.,  2012;  Louison  et  al.,  2017),  although  there  may  be 
variations depending on the kind of analysis, the species studied, the population or the 
time of year. 
 
13 
 



 
 
250
Estrés
Control
*
A
200
)
-1
*
mL
A
g  150
(n

**Translation: Estrés = Stress, 
iso 100
tiempo = time. 
Cort
B
 
50
0
0
5
24
Tiempo (h)
 
Figure 3. Plasma cortisol in Pagellus bogaraveo subjected to persecution (similar stress as that suffered 
by the fishing with a hook) for 10 minutes, with recovery afterwards and sampling at 0, 5 and 24 h after 
stress. Black bars indicate the stressed group, and gray bars indicate the control group. Different letters 
indicate  significant  differences  between  times  for  the  stressed  group;  while  the  asterisk  (*)  indicates 
differences  between  the  control  group  and  the  stressed  group  for  a  specific  time  (p  <0.05,  two-way 
ANOVA followed by the Tukey’s test). Black columns indicate stressed group, grey ones control group. 
 
 
4.2.2 Energy metabolites and osmoregulatory parameters 
The stress caused by the fishing simulation causes the release of energy reserves to the 
blood (Table 1). After a stressful situation, typical secondary responses promoted by that 
hormones release (such as cortisol) include mobilisation of glucose and, under anaerobic 
conditions,  the  appearance  of  lactate.  These  responses  described  coincide  with  our 
results. In time 0 h after stress, the red sea bream begins to release glucose to the blood, 
which shows its maximum concentration at 5 h after the start of recovery.  
This late increase (no noticeable 10 minutes after acute stress) matches what has been 
described previously in the senegalese sole (Costas et al., 2011) and the small-spotted 
catshark (Barragán-Méndez, Ruiz-Jarabo et al., Article sent for publication), and it may 
be due to a very high glucose consumption in the first moments post-stress, preventing 
the  increase  in  the  concentration  of  plasma  glucose  until  the  rate  of  metabolic 
consumption decreases. 
14 
 



 
 
Nevertheless, the lactate concentration in the present study is significantly greater to 
that  in  the  control  group  after  10  minutes  of  pursuit,  which  indicates  an  immediate 
activation of anaerobic metabolism in this species, in line with other teleosts (Frisch and 
Anderson, 2005, Costas et al., 2011). 
Proteins and triglycerides (TAG) do not seem to vary in the red sea bream subjected to 
a process of acute stress, so it can be deduced that the main metabolites of consumption 
at short term are others (glucose, for example). 
 
Parameter 
Group 
0 h 
5 h 
24 h 
Glucose 
Stress 
3.97 ± 0.26 B 
5.54 ± 0.39 A* 
4.26 ± 0.14 B 
(mmol L-1) 
Control 
3.18 ± 0.15 
3.19 ± 0.12 
3.46 ± 0.09 
Lactate 
Stress 
2.80 ± 0.46 A* 
2.30 ± 0.32 A 
1.06 ± 0.12 B 
(mmol L-1) 
Control 
1.07 ± 0.08 
1.40 ± 0.12 
1.24 ± 0.08 
TAG 
Stress 
0.79 ± 0.09 
0.64 ± 0.08 
0.65 ± 0.07 
(mmol L-1) 
Control 
0.75 ± 0.04 
1.01 ± 0.18 
0.74 ± 0.12 
Proteins 
Stress 
28.1 ± 1.0 
23.6 ± 0.8 
24.6 ± 1.5 
(mg dL-1) 
Control 
27.5 ± 1.4 
25.7 ± 0.8 
27.5 ± 1.3 
Osmolality 
Stress 
291 ± 3 A* 
260 ± 2 B 
257 ± 2 B 
(mOsmol kg-1) 
Control 
264 ± 4 
267 ± 1 
263 ± 1 
 
Table  1.  Plasma  glucose,  lactate,  triglycerides  (TAG),  proteins  and  osmolality  in  Pagellus  bogaraveo 
subjected to persecution (similar stress as that suffered by the fishing with a hook) for 10 minutes, with 
recovery  afterwards  and  sampling  at  0,  5  and  24  h  after  stress.  Different  letters  indicate  significant 
defferences  between  the  control  group  and  the  stressed  group  for  a  specific  time  (p  <0.05,  two-way 
ANOVA followed by the Tukey’s test). 
 
Regarding changes in the osmoregulatory system, the present study shows an increase 
in plasma osmolality in the group subjected to acute stress at time 0h (Table 1).  
15 
 



 
 
Due to the initial increase in energy expenditure produced by the process of stress, other 
systems are harmed and suffer imbalances that, once finished the process, they return 
to their basal state.  
These kind of responses are normal in marine fish, osmoregulators, because they have 
an internal fluids’ osmolality lower to that of the external environment. After a stressful 
situation,  a  series  of  responses  such  as  vasodilation  of  blood  vessels  increasing  the 
surface of contact between the blood and the external environment (hypertonic), which 
lead to a passive dehydration of the animal (McCormick et al., 2013). Our results show 
that the red sea bream is able to return to control levels after 5 h after acute stress. 
 
4.2.3 Mortality at the laboratory 
In the experiment carried out under controlled conditions, there was a certain mortality 
rate  in  non-stressed  animals  (control)  and  in  those  recovered  after  a  acute  stress 
situation.  
The  cause  of  this  mortality  can  be  the  release  of  catecholamines  and  cortisol  in  the 
chromaffin and interrenal tissue as described in sea bass (Dicentrarchus labrax) (Rotllant 
et al., 2006), causing heart failure in healthy animals and / or not exhausted.  
The high levels of cortisol (Figure 3) found in this species seem support this hypothesis. 
In this way, healthy animals that have not been subjected to physical fatigue during the 
process of capture, can suffer a cardiac arrest. However, the red sea bream that have 
exhausted a certain amount of energy fighting during its capture process (escaping from 
a net or trying to free himself from a hook, for example) are more likely to survive than 
those caught quickly. 
 
 
 
 
 
16 
 





 
 
 
4.3.2 Energy metabolites and osmoregulatory parameters 
The  results  of  the  experiment  on-board  the  commercial  fishing  vessel  indicate  a 
physiological recovery of the animals after 5 h in the tanks (Table 2). The levels of glucose 
at  time  0  h  of  the  ship  coincide  with  the  levels  of  the  group  stressed  at  0  h  of  the 
experiment on-land, although the glucose levels after 5 h on the ship are greater than 
those on-land at the same time. This difference may be due to processes such as feeding 
/ fasting of the red sea bream in both experiments.  
The levels of lactate from both experiments (ship and land) coincide at times 0 h and 5 
h  respectively,  which  reinforces  the  idea  that  both  experimental  approaches  are 
comparable  in  terms  of  intensity and  duration  of  the  stress  agent.  Thus,  we  can  talk 
about a recovery process in the red sea bream captured after a fishing with "voracera". 
Reinforcing  this  idea  are  the  plasma  osmolality  data,  which  decreases  in  both 
experiments after 5 h of recovery.  
The GAT and protein results indicate plasma differences between wild animals and those 
kept in captivity. In this way, the response of the first includes the mobilization of plasma 
proteins  after  capture  (0  h),  while  the  red  sea  bream  experiments  on-land  did  not 
include this response. These differences can be due to the different composition of the 
diets of both groups, as well as to the fact that the captive animals were fasting 24 h 
before the experiment, while the last ingestion of wild animals is unknown. 
Table 2. Plasma glucose, lactate, triglycerides (TAG), proteins and osmolality in Pagellus bogaraveo caught 
in the Strait of Gibraltar through the fishing gear of "Voracera". Samples taken after fishing (0 h) and 5 
hours  after  recovery  in  tanks  on  board.  The  asterisk  (*)  indicates  significat  differences  between  the 
sampling times (p<0.05, Student’s t for paired samples) 
Glucose 
Lactate 
TAG 
Proteins 
Osmolality 
Group 
(mmol L-1)  
(mmol L-1) 
(mmol L-1) 
(mg dL-1) 
(mOsmol kg-1) 
0 h 
4.4  ± 0.1 
3.2 ± 0.2 
1.8 ± 0.2 
26.7 ± 0.5 
302 ± 3 
5 h 
8.8 ± 0.4 * 
2.1 ± 0.2 * 
1.6 ± 0.2 
21.5 ± 0.4 *  291 ± 3 * 
 
 
18 
 



 
 
5.  CONCLUSIONS 
1)  Red sea bream (P. bogaraveo) with a total length smaller than 33 cm, caught in 
the  Strait  of  Gibraltar  through  the  art  of  fishing  called  "voracera",  present 
survival rates of 90.6 ± 6.2%. 
 
2)  The surviving animals manage to recover their basal  homeostatic levels, being 
able to speak of an effective physiological recovery between 5 and 24 hours after 
the capture. 
 
3)  This study was carried out during the month of November of the year 2017, in 
certain  environmental  conditions  (temperature,  salinity,  etc.),  so  that  the 
conclusions  have  to  take  into  account  this  limitation.  However  the  Strait  of 
Gibraltar does not have a great variation in these conditions throughout the year, 
so  a  similar  survival  and  recovery  rates  are  expected  during  other  periods, 
although complementary studies should be carried out ensure. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 



 
 
6.  REFERENCES 
Addis,  P.,  Secci,  M.,  Locci,  I.,  and  Cau,  A.  C.  2012.  Harvesting,  handling  practices  and 
processing of bluefin tuna captured in the trap fishery: possible effects on the flesh 
quality. Collective Volume of Scientific Papers ICCAT, 67: 390-398. 
Arjona, F. J., Vargas-Chacoff, L., Ruiz-Jarabo, I., Martin del Rio, M. P., and Mancera, J. M. 
2007. Osmoregulatory response of Senegalese sole (Solea senegalensis) to changes 
in environmental salinity. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol, 148: 413-421. 
Barton, B. A. 2002. Stress in fishes: a diversity of responses with particular reference to 
changes in circulating corticosteroids. Integrative and Comparative Biology, 42: 517-
525. 
Costas,  B.,  Conceicao,  L.,  Aragao,  C.,  Martos,  J.  A.,  Ruiz-Jarabo,  I.,  Mancera,  J.,  and 
Afonso, A. 2011. Physiological responses of Senegalese sole (Solea senegalensis Kaup, 
1858) after stress challenge: Effects on non-specific immune parameters, plasma free 
amino acids and energy metabolism. Aquaculture, 316: 68-76. 
Ellis, T., Yildiz, H. Y., Lopez-Olmeda, J., Spedicato, M. T., Tort, L., Overli, O., and Martins, 
C. I. 2012. Cortisol and finfish welfare. Fish Physiol Biochem, 38: 163-188. 
Frisch, A., and Anderson, T. 2005. Physiological stress responses of two species of coral 
trout (Plectropomus leopardus and Plectropomus maculatus). Comp Biochem Physiol 
A Mol Integr Physiol, 140: 317-327. 
Gesto, M., Hernandez, J., Lopez-Patino, M. A., Soengas, J. L., and Miguez, J. M. 2015. Is 
gill cortisol concentration a good acute stress indicator in fish? A study in rainbow 
trout and zebrafish. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol, 188: 65-69. 
Gladden,  L.  B.  2004.  Lactate  metabolism:  a  new  paradigm for the third millennium.  J 
Physiol, 558: 5-30. 
Laiz-Carrion, R., Guerreiro, P. M., Fuentes, J., Canario, A. V. M., Martin Del Rio, M. P., 
and  Mancera,  J.  M.  2005.  Branchial  osmoregulatory  response  to  salinity  in  the 
gilthead  sea  bream,  Sparus  auratus.  Journal  of  Experimental  Zoology  Part  A 
Comparative Experimental Biology, 303A: 563-576. 
Louison, M. J., Adhikari, S., Stein, J. A., and Suski, C. D. 2017. Hormonal responsiveness 
to stress is negatively associated with vulnerability to angling capture in fish. J Exp 
Biol, 220: 2529-2535. 
20 
 



 
 
McCormick,  S.  D.,  Farrell,  A.  P.,  and  Brauner,  C.  J.  2013.  Euryhaline  fishes,  Academic 
Press, Oxford, UK. 
McEwen,  B.  S.,  and  Wingfield,  J.  C.  2003.  The  concept  of  allostasis  in  biology  and 
biomedicine. Hormones and Behavior, 43: 2-15. 
Methling, C., Skov, P. V., and Madsen, N. 2017. Reflex impairment, physiological stress, 
and  discard  mortality  of  European  plaice  Pleuronectes  platessa  in  an  otter  trawl 
fishery. ICES (International Council for the Exploration of the Sea) Journal of Marine 
Science, 496: 207-218. 
Mommsen, T. P., Vijayan, M. M., and Moon, T. W. 1999. Cortisol in teleosts: dynamics, 
mechanisms  of  action,  and  metabolic  regulation.  Reviews  in  Fish  Biology  and 
Fisheries, 9: 211-268. 
Olsen, R. E., Oppedal, F., Tenningen, M., and Vold, A. 2012. Physiological response and 
mortality caused by scale loss in Atlantic herring. Fisheries Research, 129: 21-27. 
Reid, S. G., Bernier, N. J., and Perry, S. F. 1998. The adrenergic stress response in fish: 
control  of  catecholamine  storage  and  release.  Comparative  Biochemistry  and 
Physiology C, 120: 1-27. 
Revill,  A.  S.,  Dulvy,  N.  K.,  and  Holst,  R.  2005.  The  survival  of discarded  lesser-spotted 
dogfish  (Scyliorhinus  canicula)  in  the  Western  English  Channel  beam  trawl  fishery. 
Fisheries Research, 71: 121-124. 
Rotllant,  J.,  Ruane,  N.  M.,  Dinis,  M.  T.,  Canario,  A.  V.,  and  Power,  D.  M.  2006.  Intra-
adrenal  interactions  in  fish:  catecholamine  stimulated  cortisol  release  in  sea  bass 
(Dicentrarchus labrax L.). Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol, 143: 375-381. 
Wedemeyer,  G.  A.,  Barton,  B.  A.,  and  McLeay,  D.  J.  1990.  Stress  and  acclimation.  In 
Methods of Fish Biology, pp. 451-489. Ed. by C. B. Schreck, and P. B. Moyle. American 
Fisheries Society, Bethesda MD. 
Wendelaar Bonga, S. E. 1997. The stress response in fish. Physiological Reviews, 77: 591-
625. 
 
21